
第七章 肾脏对水平衡的调节
第一节 血管升压素及其受体在肾脏水调节中的作用
肾脏通过调节尿液的浓缩和稀释来维持人体的水平衡状态,血管升压素(vasopressin)是这一过程中的最关键性的调节激素。血管升压素又称抗利尿激素(antidiuretic hormone,ADH),是下丘脑产生的九肽激素,与催产素(oxytocin)只有两个氨基酸的差异。它在下丘脑的视上核和室旁核合成,经轴突运输至垂体后叶储存和释放,整个过程仅需1~2小时[1]。昼夜节律、性别、遗传等因素都对血浆中的血管升压素水平有影响。正常水化状态的成人血浆中的血管升压素水平极低,仅有0~5pg/ml,接近甚至低于目前多种检测方法的检测极限值。释放入血的血管升压素很不稳定,半衰期只有10~35分钟,因而其血浆浓度的测定较为困难。尿液中能明确检测到血管升压素的存在,并且是血浆浓度的50~100倍,但是尿中血管升压素的浓度会受到如GFR、重吸收、降解等多重因素的影响。
研究表明血管升压素参与了很多生理过程,包括血压、体温调节、胰岛素释放、促肾上腺皮质激素释放、记忆和社会行为等,它在肾脏最主要的功能是通过提高远曲小管和集合管对水的通透性,促进水的重吸收从而调节尿液的浓缩和稀释。当体内血管升压素缺失或者肾脏对其敏感性下降时,机体会产生多尿和尿渗透压下降的现象,称为尿崩症(diabetes insipidus,DI)。
影响血管升压素分泌的最主要刺激因素为血浆渗透压。血浆渗透压升高1%时诱导释放出的血管升压素就足以非常明显地改变尿液的浓缩程度及尿量。其次,血压和血容量是刺激血管升压素释放的第二大因素,但一般只有在严重低血压与低血容量时才会发生。在大量出汗、剧烈呕吐或腹泻等情况下时,机体失水导致血容量减少,血浆渗透压升高,会引起血管升压素的分泌增多,增加对尿液的浓缩作用。而在大量饮用清水的情况下则相反,血管升压素分泌受到抑制,肾脏对于水的重吸收减少,形成低渗尿。这种饮用清水后尿量增多的现象称为水利尿(water diuresis)。
目前已知的介导血管升压素作用的受体有3个:V1a(vascular),V1b(pituitary,也称为V3)和V2(renal)。它们的氨基酸序列同源性很高,结构都包含有7个疏水的跨膜α螺旋,位于胞内的N端和位于胞外的C端。并且所有这些受体都为G蛋白偶联受体。其中V1aR和V1bR均与Gq蛋白偶联,通过磷脂酰肌醇的水解动员细胞内的Ca2+;V2R与Gs蛋白偶联,通过腺苷酸环化酶来升高细胞内的cAMP水平。V1aR的表达比较广泛,但主要在脉管系统,当它被激活时会引起血管收缩;V1bR特异表达在垂体和胰岛,与促肾上腺皮质激素的释放有关;V2R则被认为主要表达在肾脏。目前,比较确定的是V1aR和V2R都在肾脏有表达并介导了血管升压素在肾脏水调节中的作用。
(一)V1aR与肾脏水调节
与V2R不同,V1aR在肾脏的很多功能尚未研究清楚。通过基因敲除的手段人们发现V1aR-/-小鼠具有多种表型,其中很重要的就是低血压,但是这种低血压的产生并不仅仅是因为V1aR的缩血管作用,而是多因素造成的。Koshimizu等人发现,V1aR-/-小鼠的循环血容量与野生型小鼠相比减少了9%[2],这也是造成V1aR-/-小鼠低血压表型的一个主要原因。研究显示,V1aR在肾脏球旁器与肾素、环氧酶2(cyclooxygenase-2,COX-2)和神经型一氧化氮合酶(neuronal nitric oxide synthase,nNOS)共表达,而V1aR-/-小鼠肾脏的COX-2、nNOS和肾素表达水平均显著降低[3]。这说明V1aR很可能参与到前列腺素E2、一氧化氮的合成调控过程,从而对肾素以及RAS系统的活性造成影响,最终导致血容量的改变。另外,V1aR在皮质集合管也有表达,并且可能集中在闰细胞上[4]。V1aR的缺失会使得AVP依赖的cAMP的产生、V2R和AQP2的表达都减少,V1aR-/-小鼠表现为多尿、尿渗透压降低,但其中具体机制也并不清楚。总的来说,不管是通过RAS系统,还是V2R-AQP2系统,V1aR都能影响肾脏水的代谢。
(二)V2R与肾脏水调节
V2R是血管升压素在肾脏发挥抗利尿作用的最主要受体,在髓袢升支粗段和集合管都有表达。髓袢升支粗段的管壁对水不通透,V2R在此调节NaCl的转运和逆流倍增系统[5]。集合管的管壁是分隔管腔中的尿液和血液的屏障,V2R主要表达在靠近血液侧的集合管基底侧面。血管升压素结合V2R后在集合管主要有以下三方面的作用:
1.通过激活水通道蛋白2(aquaporin 2,AQP2)
增加集合管对水的通透性,即经典的AVP/V2R/AQP2系统。AQP2是血管升压素在集合管最主要的靶点。集合管主细胞合成的AQP2一部分分布于集合管管腔面的细胞膜上,负责水的重吸收;另一部分则作为储备,分布在细胞内的囊泡膜上。当血管升压素缺乏的时候,集合管管腔面AQP2分布很少,对水的通透性很低。而当储存在垂体的血管升压素释放入血并且与集合管的V2R结合后,就会通过G蛋白偶联的信号活化其下游的腺苷酸环化酶,从而促进细胞内cAMP的产生,并激活PKA,使得位于集合管主细胞内囊泡膜上的AQP2磷酸化,促进AQP2的囊泡通过细胞内骨架系统的改变嵌入顶端细胞膜,从而使集合管管腔面的AQP2增多,对水的通透性增加。接着尿液中的水会随着渗透压梯度通过AQP2进入到集合管主细胞上皮细胞内,再通过基底侧面的AQP3、AQP4转运入血,这就是血管升压素发挥抗利尿作用的最经典的分子机制,由Nielsen在1993年最先发现[6]。该过程在5~30分钟内就能完成,称为血管升压素对AQP2的短时调节,即通过调节集合管细胞管腔面AQP2的数量来影响集合管对水的重吸收能力。除此之外,血管升压素通过V2R引起的cAMP水平增高,还能通过磷酸化转录因子——cAMP response element binding protein(CREB),并促进其与AQP2基因启动子区的cAMP反应元件结合,从而增加AQP2基因的转录[7],进而增加AQP2蛋白的表达。这种调节方式称为长时调节。
2.通过尿素转运体UT-A1增加内髓集合管对尿素的通透性
尿素是尿液中含量最高的溶质,也是肾髓质内带形成渗透梯度的主要溶质之一。尿素在肾脏的转运和再循环对尿液的浓缩过程起着重要作用。尿素转运体UT-A1位于内髓集合管的末端,血管升压素通过V2R介导通路激活UT-A1,使得集合管末端对尿素的通透性增加,尿素得以进入肾内髓间质[8],有利于进一步增强肾内髓高渗梯度及对水的重吸收。
3.通过上皮型钠通道(epithelial sodium channel,ENaC)
增加皮质和外髓部集合管对钠的重吸收。钠的转运也与肾脏对水的重吸收过程密切相关,因此血管升压素诱导的钠的重吸收与其影响肾脏水调节密切相关。在MDCK细胞中,血管升压素能增加ENaC的开放率[9]。血管升压素对ENaC的这个作用也是由V2R和cAMP介导的,可以被阿米洛利抑制。外源给予Brattleboro大鼠(AVP缺乏大鼠)精氨酸加压素(AVP)能提高其肾脏所有ENaC亚型的表达[10](图1-7-1-1)。
此外还有研究表明,血管升压素可以通过V2受体及其下游cAMP相关的通路来抑制集合管细胞的凋亡,这可能与生理情况下细胞在肾脏内髓这种缺血缺氧的环境下的存活有关[11],对于维持肾脏对机体水调节的正常功能有重要意义。
总之,血管升压素及其受体(主要是V1aR和V2R)在肾脏水调节中起着重要作用。某些AVP的类似物及其受体拮抗剂可为治疗水平衡紊乱及其他相关疾病带来新思路。

图1-7-1-1 血管升压素及其受体在肾脏水调节中的作用
(高 敏 张晓燕 管又飞)
参考文献
1.SKLAR AH, SCHRIER RW. Central nervous system mediators of vasopressin release. Physiol Rev, 1983,63(4): 1243-1280.
2.KOSHIMIZU TA, NASA Y, TANOUE A, et al. V1a vasopressin receptors maintain normal blood pressure by regulating circulating blood volume and baroreflex sensitivity. Proc Natl Acad Sci USA, 2006, 103(20): 7807-7812.
3.AOYAGI T, IZUMI Y, HIROYAMA M, et al. Vasopressin regulates the renin-angiotensin-aldosterone system via V1a receptors in macula densa cells. Am J Physiol Renal Physiol, 2008, 295(1): F100-107.
4.IZUMI Y, HORI K, NAKAYAMA Y, et al. Aldosterone requires vasopressin V1a receptors on intercalated cells to mediate acid-base homeostasis. J Am Soc Nephrol, 2011, 22(4): 673-680.
5.MUTIG K, PALIEGE A, KAHL T, et al. Vasopressin V2 receptor expression along rat, mouse, and human renal epithelia with focus on TAL. Am J Physiol Renal Physiol, 2007, 293(4): F1166-1177.
6.NIELSEN S, DIGIOVANNI SR, CHRISTENSEN EI, et al. Cellular and subcellular immunolocalization of vasopressin-regulated water channel in rat kidney. Proc Natl Acad Sci USA, 1993, 90(24): 11663-11667.
7.HOZAWA S, HOLTZMAN EJ, AUSIELLO DA. cAMP motifs regulating transcription in the aquaporin 2 gene.Am J Physiol, 1996, 270: 1695-1702.
8.BANKIR LT, TRINH-TRANG-TAN MM. Renal urea transporters. Direct and indirect regulation by vasopressin. Exp Physiol, 2000, 85: 243S-252S.
9.LAHR TF, RECORD RD, HOOVER DK, et al. Characterization of the ion transport responses to ADH in the MDCK-C7 cell line. Pflugers Arch, 2000, 439(5): 610-617.
10.ECELBARGER CA, KIM GH, TERRIS J, et al. Vasopressin-mediated regulation of epithelial sodium channel abundance in rat kidney. Am J Physiol Renal Physiol, 2000, 279(1): F46-53.
11.MILLER RL, SANDOVAL PC, PISITKUN T, et al. Vasopressin inhibits apoptosis in renal collecting duct cells. Am J Physiol Renal Physiol, 2013, 304(2): F177-188.
第二节 水通道蛋白家族
水是人体生命活动的基本介质,是构成细胞内外液的主要成分。在正常情况下,人体内含水量(体重的50%~60%)和细胞外液渗透压(280~295mOsm/kg)维持相对稳定。每日摄入的水和细胞代谢产生的水大约有1.5~3.0L,人体通过皮肤、呼吸系统、消化系统和泌尿系统等不同途径排出水分,其中最主要的途径是尿液。因此,肾脏在维持人体水平衡中起主要作用。
肾脏具有很强的尿液浓缩与稀释能力,这对于维持机体水平衡具有极为重要的意义。一方面,肾小球每日滤过约180L液体量的原尿,但是经过肾小管各节段的处理后,最终仅有1.5L左右的终尿排出;另一方面,根据体内水平衡的改变,每日尿量波动范围可以很大,尿的渗透压会因体内缺水或水过剩而出现较大变化。当机体缺水时,尿液的渗透压高于血浆渗透压称为高渗尿,即尿液被浓缩;反之,体内水分过多时,尿液的渗透压低于血浆渗透压成为低渗尿,即尿液被稀释。当肾脏尿液浓缩和稀释功能发生障碍时,则不论体内水代谢情况如何,尿液渗透压均与血浆渗透压相近,称为等渗尿。
水通道(aquaprorins,AQPs)是一组小分子蛋白,大约30kD,在机体内广泛分布,其定位在细胞膜上时可作为水或其他分子的通道允许该类分子定向出入细胞,发挥转运的功能。现已发现哺乳动物体内有13种水通道,分别命名为AQP0-12,表达在多种组织如肾脏、脑、肝脏、肺等[1]。根据水通道转运物质的不同,目前可分为三类:①典型的水通道,包括AQP1、2、4、5、8,它们仅转运水分子;②水和甘油通道,包括AQP3、7、9、10,除了水分子还对甘油、尿素等小分子溶质具有通透性;③非典型的水通道,包括AQP6、11、12,目前其功能还不明确[2,3]。
水通道是肾脏水重吸收的分子基础,不同的水通道在肾小管的不同节段分布,使各节段对水的通透性不同,有助于肾髓质渗透梯度的形成(图1-7-2-1)。目前公认在肾脏有8种水通道表达,分别是AQP1-4,AQP6-8,AQP11。其中AQP6、AQP8和AQP11虽然分布在肾小管的不同节段,但是研究未发现它们与肾脏尿液浓缩的功能相关[4,5]。此外,近几年Valenti等报道证实AQP5在肾脏主要表达在集合管的B型润细胞,推测其可能具有渗透压感应的功能[6,7]。另有报道表明在糖尿病肾病时AQP5表达显著增加,并且与AQP2共定位,具有增加AQP2表达的作用[8]。以下重点阐述AQP1-4和AQP7在肾脏水重吸收中的作用。

图1-7-2-1 AQP在肾脏的表达分布
AQP1分布于近端小管、髓袢降支细段的肾小管上皮细胞管腔侧及基底侧的细胞膜上[9,10]。AQP1的表达能被高渗和血管紧张素Ⅱ调节,但是不受ADH的调节[11]。AQP1基因敲除小鼠表现为多尿和尿渗透压降低,禁水后呈现严重脱水状态,血浆高渗及嗜睡。该动物的尿浓缩障碍很可能是如下两个主要因素导致的:① AQP1基因敲除小鼠近端小管重吸收水分子能力的降低。微量灌注的S2段近端小管检测的跨上皮的水通透性低于正常小鼠的1/5,表明近端小管水的重吸收主要依赖AQP1。② AQP1基因敲除导致尿液浓缩障碍主要是因为破坏了髓质间质的高渗状态维持。该动物髓袢降支细段和外髓直血管降部水通透性降低,分别减弱了逆流倍增和交换作用。AQP1基因敲除小鼠给予dDAVP刺激集合管水重吸收后,仍不能增加尿渗透压的现象也支持这一观点[12]。与AQP1基因敲除小鼠的表型一致,人AQP1基因突变(失去功能)时尿液浓缩能力减弱,禁水后更明显。
AQP2分布于连接管和集合管主细胞,主要位于管腔侧细胞膜及细胞内囊泡膜上。在细胞基底膜上也有分布,尤其是连接管和内髓集合管[13,14]。目前认为AQP2转运水分子的能力受到其细胞内转位和表达水平两方面因素的限制,即短时和长时调节机制[15]。短时调节主要调控已经合成好的AQP2在细胞内囊泡和细胞膜之间,通过出胞和入胞的方式转运的过程,通常在5~30分钟内完成。长时调节发生在24小时或更长的时间,主要是调控AQP2的转录表达。多种激素和信号分子参与了AQP2的短时和长时调节,其中AVP最为经典和重要。AVP对AQP2的短时和长时调节机制,即细胞内转位以及表达,在本章第一节已有描述。除了AVP,其他因素也可以刺激AQP2向细胞膜转位和表达水平,比如细胞外渗透压、胰岛素、长期醛固酮刺激;而多巴胺则降低AQP2向细胞膜转位和表达[16],最近,我们的研究表明胆汁酸受体FXR和前列腺素E2受体EP4的激活可显著增加,而其基因缺陷则明显减弱,AQP2的表达[17,18]。
在短时调节机制中,AQP2在细胞内的转运依赖于翻译后修饰。目前已知AQP2可以在五个位点被磷酸化,Thr244、Ser256、Ser261、Ser264、Ser269[19]。AQP2不同位点的磷酸化呈现不同的亚细胞分布。例如Ser261磷酸化的AQP2主要分布于细胞内的囊泡膜上,其作用为稳定AQP2泛素化;Ser256、Ser264磷酸化的AQP2分布于细胞内囊泡膜和细胞膜上,当dDAVP刺激时细胞膜上分布增加,且Ser256磷酸化被认为是AQP2向细胞膜转运所必需的;Ser269的AQP2仅位于主细胞的顶端膜上[20]。除了磷酸化,AQP2的Lys270可以被泛素化,此修饰介导了AQP2在细胞膜上的内吞和降解过程。
AQP2基因敲除小鼠存在严重的尿液浓缩障碍,出生后即死亡。集合管特异性AQP2敲除小鼠可以存活,但具有多尿、低渗尿和生长迟缓的表型[21,22]。禁水不能增加该小鼠尿渗透压。连接管特异性AQP2敲除小鼠尿量增加,尿渗透压也相应降低,提示连接管的AQP2在维持尿液生成中也发挥重要的作用[23]。然而,与集合管特异性AQP2基因敲除不同,当循环中AVP水平增加时该小鼠可以进一步浓缩尿液,提示集合管在尿液浓缩中发挥主要作用,而连接管具有一定的水重吸收功能。人AQP2失去功能的突变会导致严重的尿液浓缩障碍,即尿崩症。
AQP3分布于连接管和集合管主细胞基底侧的细胞膜上。由于它与AQP2分布在相同的细胞上,认为其介导了由AQP2转运入细胞的水分子经由基底侧膜转运出细胞。AQP3的表达水平可以被AVP显著上调,然而是否存在细胞内转运尚不清楚。此外,低钠和醛固酮处理可以增加AQP3的表达。AQP3基因敲除小鼠表现为尿量增加,尿渗透压降低,皮质集合管基底膜AQP2表达及水通透性降低。禁水状态或给予AVP刺激时,小鼠尿渗透压有中度增加,可能源于AQP2的作用。与AQP3基因敲除小鼠比较,AQP3/AQP4双敲除小鼠尿液浓缩能力有进一步的轻微降低,表明AQP3发挥主要作用[24]。
AQP4分布于连接管和集合管主细胞基底侧的细胞膜上。虽然AQP3和AQP4都分布在集合管细胞基底侧膜上,但是它们的分布水平有一定的差异,AQP3主要分布在皮质和外髓集合管,AQP4高表达于内髓集合管[24]。肾脏内髓的AQP4的表达基础水平高,但是对AVP无反应。在小鼠,AQP4也分布于近端小管S3段的基底侧膜,皮质AQP4表达水平低,AVP刺激可以上调AQP4的mRNA水平,V2R拮抗剂可以抑制这种增加,提示AQP4也受到AVP的调节。
AQP7分布于近端小管S3段管腔侧的细胞膜上[25]。AQP1也表达在此段肾小管。分离AQP7基因敲除小鼠的近端小管,发现其水通透性轻度降低,然而该动物并无尿浓缩障碍的表型,推测与该段肾小管AQP1大量表达相关。然而与AQP1敲除小鼠比较,AQP1/AQP7双敲除小鼠的尿量显著增加。
(张晓燕 管又飞)
参考文献
1.VERKMAN AS. Aquaporins in clinical medicine. Annu Rev Med, 2012, 63: 303-316.
2.HUBER VJ, TSUJITA M, NAKADA T. Aquaporins in drug discovery and pharmacotherapy. Mol Aspects Med,2012, 33(5-6) : 691-703.
3.IKEDA M, BEITZ E, KOZONO D, et al. Characterization of aquaporin-6 as a nitrate channel in mammalian cells. Requirement of pore-lining residue threonine 63. J Biol Chem, 2002, 277(42) : 39873-39879.
4.HOLMES RP. The role of renal water channels in health and disease. Mol Aspects Med, 2012, 33(5-6) : 547-552.
5.ISHIBASHI K. New members of mammalian aquaporins:AQP10-AQP12. Handb Exp Pharmacol, 2009,(190) :251-262.
6.PROCINO G, MASTROFRANCESCO L, SALLUSTIO F, et al. AQP5 is expressed in type-B intercalated cells in the collecting duct system of the rat, mouse and human kidney. Cell Physiol Biochem, 2011, 28(4) : 683-692.
7.PROCINO G, MILANO S, TAMMA G, et al. Co-regulated pendrin and aquaporin5 expression and trafficking in Type-Bintercalated cells under potassium depletion. Cell Physiol Biochem, 2013, 32(7) : 184-199.
8.WU H, CHEN L, ZHANG X, et al. Aqp5 is a new transcriptional target of Dot1a and a regulator of Aqp2.PLoS One, 2013, 8(1) : e53342.
9.NIELSEN S, SMITH BL, CHRISTENSEN EI, et al. CHIP28 water channels are localized in constitutively water-permeable segments of the nephron. J Cell Biol, 1993, 120(2) : 371-383.
10.ZHAI XY, FENTON RA, ANDREASEN A, et al. Aquaporin-1 is not expressed in descending thin limbs of short-loop nephrons. J Am Soc Nephrol, 2007, 18(11) : 2937-2944.
11.TERRIS J, ECELBARGER CA, NIELSEN S, et al. Long-term regulation of four renal aquaporins in rats. Am J Physiol, 1996, 271: F414-422.
12.SCHNERMANN J, CHOU CL, MA T, et al. Defective proximal tubular fluid reabsorption in transgenic aquaporin-1 null mice. Proc Natl Acad Sci USA, 1998, 95(16) : 9660-9664.
13.FUSHIMI K, UCHIDA S, HARA Y, et al. Cloning and expression of apical membrane water channel of ratkidney collecting tubule. Nature, 1993, 361(6412) : 549-552.
14.NIELSEN S, DIGIOVANNI SR, CHRISTENSEN EI, et al. Cellular and subcellular immunolocalization of vasopressin-regulatedwater channel in rat kidney. Proc Natl Acad Sci USA, 199, 90(24) : 11663-11667.
15.RADIN MJ, YU MJ, STOEDKILDE L, et al. Aquaporin-2 regulation in health and disease. Vet Clin Pathol,2012, 41(4) : 455-470.
16.HASLER U, LEROY V, MARTIN PY, et al. Aquaporin-2 abundance in the renal collecting duct: new insightsfrom cultured cell models. Am J Physiol Renal Physiol, 2009, 297(1) : F10-18.
17.ZHANG X, HUANG S, GAO M, et al. Farnesoid X receptor (FXR) gene deficiency impairs urine concentration in mice. Proc Natl Acad Sci USA, 2014, 111(6) : 2277-2282.
18.GAO M, CAO R, DU S. Disruption of prostaglandin E2 receptor EP4 impairs urinary concentration via decreasing aquaporin 2 in renal collecting ducts. Proc Natl Acad Sci USA, 2015, 112(27) : 8397-8402.
19.HOFFERT JD, PISITKUN T, WANG G, et al. Quantitative phosphoproteomics of vasopressin-sensitive renal cells: regulation of aquaporin-2 phosphorylation at two sites. Proc Natl Acad Sci USA, 2006, 103(18) : 7159-7164.
20.SASAKI S. Aquaporin 2: from its discovery to molecular structure and medicalimplications. Mol Aspects Med,2012, 33(5-6) : 535-546.
21.ROJEK A, FÜCHTBAUER EM, KWON TH, et al. Severe urinary concentrating defect in renal collecting ductselective AQP2 conditional-knockout mice. Proc Natl Acad Sci USA, 2006, 103(15) : 6037-6042.
22.YANG B, ZHAO D, QIAN L, et al. Mouse model of inducible nephrogenic diabetes insipidusproduced by floxed aquaporin-2 gene deletion. Am J Physiol Renal Physiol, 2006, 291(2) : F465-472.
23.KORTENOEVEN ML, PEDERSEN NB, MILLER RL, et al. Genetic ablation of aquaporin-2 in the mouse connecting tubulesresults in defective renal water handling. J Physiol, 2013, 591: 2205-2219.
24.MA T, SONG Y, YANG B, et al. Nephrogenic diabetes insipidus in mice lacking aquaporin-3 water channels.Proc Natl Acad Sci USA, 97(8) : 4386-4391.
25.ISHIBASHI K, IMAI M, SASAKI S. Cellular localization of aquaporin 7 in the rat kidney. Exp Nephrol, 2000,8: 252-257.
第三节 肾髓质的渗透梯度——肾脏的浓缩、稀释功能
一、肾脏尿液浓缩稀释功能的结构基础
肾脏的浓缩稀释功能依赖于独特的肾小管和集合管系统以及供应肾小管、集合管营养的肾血管系统。肾髓质是尿液浓缩的结构基础,肾髓质进化愈发达的动物其尿液浓缩能力也愈强。近髓肾单位伸入髓质的髓袢为尿液浓缩的主要结构,髓袢愈长,尿液浓缩能力亦愈强。
髓袢分为升支和降支,是产生逆流倍增机制的重要结构。降支开始于近端小管的直段,然后是降支细段、升支细段和升支粗段,随后进入远曲小管。髓袢的各部分对于水和各种溶质的通透性存在一定的差异,这些差异的变化趋势与逆流倍增的机制形成密切相关。肾脏的集合管系统横跨整个肾脏,从非常表浅的肾皮质到肾髓质内带的尖端。从皮质到肾乳头依次为皮质集合管(cortical collecting duct,CCD)、髓质外带集合管外部和内部、髓质内带集合管(inner medullary collecting duct,IMCD)起始部和尾部。另外一个重要的结构是供应肾髓质的直小血管系统(vasa recta),它和髓袢呈U形伴行,升支和降支相互平行,折返部位于髓质深部,管内液体的逆向流动是髓质内渗透压梯度形成和维持的重要动力。降支的血管内皮细胞壁上,分布着水通道蛋白1(aquaporin 1,AQP1)和尿素转输体蛋白B(urea transporter B),对于水和尿素的重吸收具有重要意义[1,2]。
二、肾脏尿液浓缩稀释的机制
20世纪50年代初期,应用快速冷冻肾组织切片方法测定肾脏各部位组织的渗透压,结果发现皮质部的渗透压值与血浆渗透压相等,髓质部存在一个渗透压梯度,髓质部组织间液与血浆的渗透浓度之比,随着由髓质外层向乳头部深入而逐渐升高,分别为2.0、3.0、4.0。此渗透压梯度在体液浓缩的情况下更为明显,而在体液稀释的情况下被削弱。应用微穿刺技术检查肾小管各节段内小管液的结果显示,近端小管内液体渗透压值与血浆渗透压近似,约290mOsm/(kg·H2O)左右;随着髓袢降支逐步向髓质深部延伸,小管液渗透压逐渐增大,在长襻肾单位,到达内髓部反折处的小管液渗透压值可达到1 200mOsm/(kg·H2O)左右;进入髓袢升支,小管液渗透压值逐渐降低,到达髓袢升支粗段时小管液渗透压值明显下降,愈向表面走行,愈降低,达到远端小管的起始部时可降低至140mOsm/(kg·H2O)左右[3]。
上述各节段的渗透压值情况,在抗利尿或水利尿情况下均基本类似。远端小管以后的各段,其渗透压值则依据水利尿或抗利尿情况不同而各异。在抗利尿情况下,机体缺水、抗利尿激素分泌较多,远曲小管和集合管对水的通透性增大,因流经髓襻升支粗段发生NaCl主动重吸收的低渗小管液流经远曲小管和集合管过程中,在管外高渗透压的作用下,水不断被吸收,小管液逐渐浓缩为高渗液,终尿的渗透压值可达到1 200mOsm/(kg·H2O),尿量减少,尿液浓缩。在水利尿情况下,体内水过多,抗利尿激素分泌减少,远曲小管和集合管对水的通透性降低,水重吸收减少;但在醛固酮作用下,NaCl重吸收正常进行,小管液渗透压进一步降低,终尿的渗透压值可低到50~60mOsm/(kg·H2O),形成低渗尿,尿量增多,尿液稀释。当抗利尿激素完全缺乏时,肾小管对Na+主动重吸收而对水不通透,每日可排出多达10L以上的低渗尿,见于严重尿崩症患者。
(一)肾髓质外带浓度梯度的形成
目前公认肾髓质外带的渗透梯度的存在依赖于逆流倍增机制(countercurrent multiplication),而此种逆流倍增的基础在于髓袢升支粗段对于NaCl的通透性高,而对水不易通透[4,5]。
经过近曲小管对水及溶质的等渗吸收,容量减少的等渗尿进入髓袢降支,由于髓袢降支细段有水通道蛋白AQP1的存在,而无钠的转运通道存在,水逐渐被重吸收,小管液总量进一步减少,而渗透压逐渐增高;进入髓袢升支,该段肾小管没有AQP的分布,但有Na通道的存在,因此对水通透性很低而对NaCl的主动重吸收增加,尿量变化不大,但尿渗透压下降;经过远曲小管后,低渗尿进入集合管,集合管上有大量的AQP2分布,水的重吸收增加,尿量进一步减少,尿渗透压升高。在这个过程中,髓袢升支重吸收NaCl构成了肾髓质外层的渗透压浓度梯度,这种由皮质到髓质逐渐升高的溶质浓度梯度,是水重吸收的动力[6]。尿液的浓缩过程实际上发生了两次,分别发生在髓袢降支和集合管。由于髓袢降支上分布的多为AQP1,而集合管上为AQP2,所以只有在集合管发生的浓缩过程受抗利尿激素调节,人体对终尿的尿量及渗透压的调控主要发生在集合管。
(二)肾髓质内带浓度梯度的形成
内髓部的高渗梯度是由内髓集合管扩散出来的尿素和由髓袢升支重吸收的NaCl共同形成。其基础在于内髓集合管尾部对尿素的通透性较肾小管的其他部位明显增高[7],以及在髓袢折返处NaCl浓度浓集最高。
由于肾小管的其他部分对尿素的通透性很低,而集合管自肾髓质内带开始对尿素的通透性逐渐增高[8,9],随着尿素通透性的增加,大量的尿素顺浓度梯度进入肾髓质内带,形成尿素为主的肾髓质内带渗透梯度。髓袢降支细段对NaCl不易通透,而对水易通透,当小管液流经此处时,随着水被重吸收,NaCl逐渐被浓集,髓袢折返处浓度最高。当小管液流向升支细段时,NaCl顺浓度梯度进入内髓组织液,构成内髓质内带高渗梯度的另一个主要溶质。
综上所述,如图1-7-3-1所示,肾髓质高渗梯度的形成依赖于髓袢的结构和功能特点,其各段对物质的通透性不同以及升支和降支间液体的逆向流动共同完成逆流倍增机制[10]。

图1-7-3-1 逆流倍增机制
三、肾髓质高渗梯度的维持
近髓肾单位的出球小动脉形成直小血管,其血流阻力较大,流速较慢,有利于物质的交换。直小血管降支的血液初为等渗,进入髓质后,NaCl和尿素顺浓度梯度进入直小血管,在返折点处浓度最高。血液进入升支后,NaCl和尿素又由直小血管扩散入髓质组织液。通过直血管带走的尿素可以进入短襻,进入再循环,肾间质里的尿素也可以进入长襻升支,远曲小管,进入再循环[11]。直小血管形成的逆流倍增系统,形成NaCl和尿素在直小血管降支和升支之间的逆流循环,使肾髓质的渗透梯度得以维持。
四、尿液浓缩与稀释影响因素
(一)抗利尿激素
抗利尿激素调节远曲小管和集合管对水的重吸收,分泌增多时,远曲小管和集合管对水通透性增加,水重吸收增多,尿液被浓缩;分泌减少时,远曲小管和集合管对水重吸收减少,排出大量稀释尿[12-14]。
(二)肾髓质高渗梯度
任何影响肾髓质高渗梯度形成和维持的因素均能影响尿液的浓缩与稀释。如呋塞米、利尿酸等临床用利尿药物,能抑制髓襻升支粗段对NaCl的主动重吸收,使髓质高渗透压梯度不能建立而产生利尿作用;又如营养不良情况下,蛋白质摄入不足,尿素产生减少,也会影响髓质高渗透压梯度的建立,使尿浓缩能力减弱。
(三)直小血管的血流状态
直小血管的血流速度与物质交换关系密切,流速过快或减慢均能降低髓质高渗透压梯度,使尿浓缩能力减弱[15,16]。
(韩启飞 张晓燕 管又飞)
参考文献
1.PALLONE TL. Characterization of the urea transporter in outer medullary descending vasa recta. Am J Physiol,1994, 267: R260-267.
2.PALLONE TL, KISHORE BK, NIELSEN S, et al. Evidence that aquaporin-1 mediates NaCl-induced water flux across descending vasa recta. Am J Physiol, 1997, 272: F587-596.
3.GOTTSCHALK CW, MYLLE M. Micropuncture study of the mammalian urinary concentrating mechanism:evidence for the countercurrent hypothesis. Am J Physiol, 1959, 196(4): 927-936.
4.IMAI M, KOKKO JP. Sodium chloride, urea, and water transport in the thin ascending limb of Henle.Generation of osmotic gradients by passive diffusion of solutes. J Clin Invest, 1974, 53(2): 393-402.
5.IMAI M, KOKKO JP. Mechanism of sodium and chloride transport in the thin ascending limb of Henle. J Clin Invest, 1976, 58(5): 1054-1060.
6.ROCHA AS, KOKKO JP. Sodium chloride and water transport in the medullary thick ascending limb of Henle.Evidence for active chloride transport. J Clin Invest, 1973, 52(3): 612-623.
7.SANDS JM, KNEPPER MA. Urea permeability of mammalian inner medullary collecting duct system and papillary surface epithelium. J Clin Invest, 1987, 79(1): 138-147.
8.KRAMP RA, LENOIR R. Distal permeability to urate and effects of benzofuran derivatives in the rat kidney.Am J Physiol, 1975. 228(3): 875-883.
9.WEINMAN EJ, KNIGHT TF, MCKENZIE R, et al. Dissociation of urate from sodium transport in the rat proximal tubule. Am J Physiol, 1976, 10(4): 295-300.
10.IMAI M, TANIGUCHI J, TABEI K. Function of thin loops of Henle. Kidney Int, 1987, 31(2): 565-579.
11.DE ROUFFIGNAC C, MOREL F. Micropuncture study of water, electrolytes, and urea movements along the loops of henle in psammomys. J Clin Invest, 1969, 48(3): 474-486.
12.EKNOYAN G, WEINMAN F, TSAPARAS A, et al. Renal function in experimental cystic disease of the rat. J Lab Clin Med, 1976, 88(3): 402-411.
13.WALLIN JD, KAPLAN RA. Effect of sodium fluoride on concentrating and diluting ability in the rat. Am J Physiol, 1977, 232(4): F335-340.
14.DOUSA TP, BARNES LD. Regulation of protein kinase by vasopressin in renal medulla in situ. Am J Physiol,1977, 232(1): F50-57.
15.MARSH DJ, SEGEL LA. Analysis of countercurrent diffusion exchange in blood vessels of the renal medulla.Am J Physiol, 1971, 221(3): 817-828.
16.CHUANG EL, REINECK HJ, OSGOOD RW, et al. Studies on the mechanism of reduced urinary osmolality after exposure of renal papilla. J Clin Invest, 1978, 61(3): 633-639.